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DIAGNOSTIC DES INFECTIONS VIRALES
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L'examen clinique, en particulier la fièvre, les pustules, les rougeurs…, est, dans le cas des viroses, d'une grande importance et très souvent suffisant.
Il faut parfois aller plus loin et nommer ou identifier le virus en cause pour :

  • Affirmer son rôle effectif dans la pathologie rencontrée. C'est particulièrement important dans le cas de patients pour lesquels les viroses sont graves ou peuvent être graves (personnes âgées, immunodéprimés, patients atteints de SIDA, greffés ou futurs greffés, nourrissons nés de mères porteuses de virus), ou pour la détection chez des porteurs asymptomatiques. Dans ce cas il y a lieu de procéder à la recherche virale dans le prélèvement biologique adéquat.
  • Permettre la conduite d'opérations prophylactiques collectives ou individuelles (cas de la rubéole pour les femmes enceintes, de nombreux virus en cas de greffe ou de transfusion, de la poliomyélite, du sida...).
  • Permettre la conduite du traitement et donner un pronostic de l'affection.
  • Surveiller une épidémie (identification du virus et découverte éventuelle de nouveaux virus) et préparer les vaccins utiles (cas de la grippe).

En 1970, les seuls moyens d'identifier une infection virale étaient l'isolement viral en culture cellulaire et le sérodiagnostic. Les nouvelles méthodes mises au point ont permis de raccourcir les délais de réponse aux examens et de mettre en évidence de nouveaux virus.

1. PRELEVEMENTS ET STRATEGIES DU DIAGNOSTIC VIROLOGIQUE

1.1. Prélèvements

  • Il faut s'efforcer de prélever:
    • Le plus tôt possible après le début de l'infection virale
    • En différents sites : porte d’entrée habituelle du virus, tissus cibles dans lesquels le virus est supposé se multiplier, voie d’élimination.
  • I1 faut acheminer les prélèvements le plus rapidement possible au laboratoire. En effet, un transport trop long ou de mauvaises conditions de transport présentent des risques :
    • Altération des cellules infectées rendant toute recherche de virus intracellulaires impossible
    • Perte du pouvoir infectieux du virus acultures faussement négatives
    • Dégradation des génomes viraux a techniques de biologie moléculaire faussées
    • Prolifération bactérienne ou mycosique qui rend la recherche de virus par culture cellulaire impossible. Une prolifération bactérienne peut aussi rendre faussement positive la mise en évidence d’anticorps ou d’antigènes par technique ELISA.

Si le délai de transport doit être important, il faut utiliser un conditionnement spécifique : milieu de transport pour virologie.
Ex : Virocult : milieu liquide, glucosé, tamponné, additionné d’antibiotique et d’antifongique.

Document 1 : Virocult

La qualité du prélèvement et de son transport conditionne la qualité des résultats de l’analyse.

  • Modalités concernant les principaux prélèvements

Prélèvements

Modalités

Sécrétions nasales et rhinopharyngées

Ecouvillonnage ou aspiration ; milieu de transport si délai > 4heures, maintenu entre +2°C et +6°C pendant au maximum 36 heures

Selles

Flacon stérile ou écouvillonnage rectal ; conservation possible entre +2°C et +6°C pendant quelques jours

Urines

Flacon stérile ; conservation maximum 4 heures à température ambiante, maximum 36 heures entre +2°C et +6°C

LBA (liquide de lavage broncho-alvéolaire)

Mêmes modalités que les urines

LCR

Volume suffisant (0,5 mL chez le nouveau-né, 2mL chez l’adulte) dans un flacon sec stérile ; au-delà de 4 heures de transport, le LCR doit être congelé à - 20°C pour la recherche de génomes viraux.
+ échantillon de sang prélevé le même jour (recherche d’anticorps)

Vésicules et ulcérations cutanéo-muqueuses

Aspiration ou écouvillonnage ; étalement sur lame (pour immunofluorescence) et/ou déchargement dans un milieu de transport. Pour la culture virale, le délai de transport est de moins de 4 heures à température ambiante et de moins de 36 heures entre +2°C et +6°C

Col de l’utérus

Ecouvillonnage, milieu de transport, le délai de transport est de moins de 4 heures à température ambiante et de moins de 36 heures entre +2°C et +6°C

Biopsies

Milieu de transport ; fixation dans le formol ou congélation dans l’azote liquide pour les techniques de biologie moléculaire (hybridation in situ et amplification génique) ; fixation proscrite pour d’éventuelles cultures cellulaires

Sang

- Prélèvement sur anticoagulant (héparine ou citrate plutôt que EDTA pour préserver l’intégrité des leucocytes) pour les cultures cellulaires et la recherche d’antigènes viraux ; transport en moins de 5 heures
-Prélèvement sur EDTA ou citrate pour recherche/quantification des génomes viraux (jamais l’héparine qui inhibe les réactions d’amplification génique) ; transport en moins de 4 heures, sinon centrifugation et congélation à -20°C
-Prélèvement sur tube sec pour la sérologie et recherche d’antigènes extra-cellulaires ; conservation 24 à 48 heures entre +2°C et +6°C

            1.2. Stratégies du diagnostic virologique

Comme pour toutes les infections, il est possible de réaliser:

  • Un examen direct classique : mise en évidence d'un virus ou de l'un de ses constituants dans un produit pathologique.
  • Un examen indirect rapide : titrage des anticorps  antiviraux apparus dans le sang à la suite de l'infection.

1.2.1. Le virus est-il cultivable?

  • Si oui, on peut envisager un diagnostic par mise en évidence de l'effet cytopathogène sur des cultures cellulaires.
  • Si non, il faut envisager une autre technique de diagnostic.

1.2.2.  De quel prélèvement s'agit-il?

  • Si le prélèvement contient suffisamment de virus, on peut employer des techniques de diagnostic rapide telles que immunofluorescence, techniques immuno­-enzymatiques, techniques d’immunochromatographie.

Ex: selles au cours de gastroentérite, aspiration naso-pharyngée au cours d'infection respiratoire...

  • Si le prélèvement est pauvre en virus, il faudra utiliser des cultures cellulaires ou le sérodiagnostic. Ex: sang, urine, LCR.

VZV : virus de la varicelle et du zona
CMV : Cytomegalovirus
VRS : virus respiratoire syncytial
HBV : virus de l’hépatite B
HBC : virus de l’hépatite C
HIV : virus de l’immunodéficience humaine
MNI : mononucléose infectieuse due au virus d’Epstein-Barr


2. METHODES DE DIAGNOSTIC DIRECT

2.1. Méthodes de diagnostic rapide

  • lmmunofluorescence
    • Principe

L'immunofluorescence consiste à rechercher des antigènes viraux au sein de cellules infectées grâce à des anticorps monoclonaux ou polyclonaux anti-virus et d'antiglobulines marquées par un fluorochrome.

 

  • Fixation des cellules infectées par l’acétone

 

  • Traitement des cellules par un anticorps spécifique du virus recherché

 

  • Traitement par une antiglobuline conjuguée à un fluorochrome

 

 

  • Observation au microscope à fluorescence : la fluorescence signe la présence du virus recherché.
    • Applications

On utilise l'immunofluorescence chaque fois qu'il est possible de prélever des cellules correspondant au site de multiplication du virus. Quelques exemples :

      • Au cours d'infections respiratoires : recherche des virus influenza, parainfluenza, virus respiratoire syncytial, virus de la rougeole, Cytomegalovirus...
      • Au cours d'éruptions vésiculeuses : recherche du virus herpes simplex, virus de la varicelle-zona
      • Au cours de conjonctivites : recherche du virus de la varicelle-zona, Adenovirus
      • Au cours de biopsies (pulmonaire, cérébrale, rénale...) : recherche de Cytomegalovirus, virus respiratoires...
    • Intérêts
      • Rapidité
      • Coût abordable
      • Spécificité du fait de l'utilisation d'anticorps monoclonaux.
  • Immuno-enzymologie (ELISA = Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay)
    • Principe

    • Intérêt : dépistage de masse, technique quantitative, automatisable
    • Au laboratoire : ces techniques sont automatisées.

Appareils de distribution de sérums et de gestion des méthodes ELISA : les sérums sont reconnus par lecture d'un code-barres, puis leur distribution et la réaction ELISA sont réalisées automatiquement, en connexion avec le système informatique du laboratoire. Les résultats sont "validés" et interprétés individuellement par le technicien puis le biologiste, en fonction des valeurs des différents témoins et des renseignements cliniques.

  • Immunochromatographie
    • Principe

L’immunochromatographie associe une technique de chromatographie et l’utilisation d’anticorps monoclonaux. Elle met ainsi en jeu :

      • Une membrane de chromatographie sur laquelle sont fixés :
        • Dans la zone test : un anticorps monoclonal anti-virus recherché
        • Dans la zone contrôle : un anticorps polyclonal anti-IgG de souris
      • Un support imprégné d’un conjugué constitué du mélange d’un anticorps monoclonal anti-virus recherché couplé à des microsphères de polystyrène de couleur.

Si l’échantillon contient le virus recherché, celui-ci forme un complexe antigène-anticorps avec les anticorps présents sur les microsphères de couleur, complexe qui migrera le long de la membrane et se fixera sur les anticorps de la zone test : apparition d’une ligne de couleur à ce niveau.

    • Application : diagnostic rapide des gastro-entérites virales (Rotavirus, Adenovirus) et de la grippe.
    • Intérêts :
      • Détection de charges virales très faibles
      • Résultat obtenu en 10 minutes
      • Spécificité élevée.
2.2. Culture des virus

Les premières techniques de culture des virus (sur animal vivant ou œuf embryonné aculture in vivo) ont un intérêt historique et sont actuellement supplantées par les techniques de cultures cellulaires (culture in vitro).

  • Culture in vivo 
    • Inoculation à l'animal sensible

Cette technique a permis l'isolement du virus poliomyélitique en 1910 sur le singe.
Elle nécessite une animalerie (souriceaux, cobayes, lapins, poulets), une bonne connaissance des voies d'inoculation et une observation journalière des animaux pendant 3 à 4 semaines.
Les symptômes présentés par l'animal, son autopsie complétée par des études anatomo-pathologiques, permettent une identification du virus inoculé.
Cette technique est encore actuellement utilisée pour :

      • Des expérimentations avec des virus oncogènes
      • L'isolement des Coxsackievirus A (Enterovirus responsables d'atteintes nerveuses, de manifestations cutanéo-muqueuses...), cultivables uniquement par inoculation intra-cérébrale du prélèvement à des souriceaux de 1 jour.
    • Ovoculture (culture sur œuf de poule embryonné)

Cette   technique a permis la  découverte de nombreux virus et l'obtention de nombreux  virions nécessaires à leur étude.
Les virus sont inoculés dans les liquides baignant les membranes annexes d'un œuf de poule fécondé. Puis les œufs sont incubés.
La multiplication des virus se traduit par :

      • La mort de l'embryon
      • L'apparition de lésions sur la membrane chorio-allantoïdienne
      • La présence d'antigènes viraux détectables par hémagglutination.

Cette technique est actuellement utilisée pour l'isolement, l'entretien et la production d'antigènes et de vaccins des virus grippaux.

  • Culture in vitro 

C'est actuellement la technique la plus utilisée; les progrès techniques permettent la culture de nombreux types cellulaires capables d'assurer la multiplication de nombreuses espèces virales.

    • Les cellules utilisées pour la culture des virus

Les virus présentant une spécificité vis-à-vis des cellules hôtes, il faut disposer d'un large éventail de cellules pour les isoler et les identifier à partir de produits pathologiques.

Les cellules, d'origine humaine ou animale, peuvent être classées en deux catégories :

      • Cellules diploïdes (2n chromosomes) : issues de tissus normaux

Ce sont toutes les cellules obtenues à partir de tissus normaux, d’origine humaine ou animale, prélevés sur des organismes adultes ou embryonnaires. Les cellules, séparées par action d'une enzyme protéolytique, en général la trypsine, et placées dans un milieu de culture, se fixent sur la paroi du récipient et se multiplient jusqu’à former un tapis continu, fait d’une seule couche cellulaire. Elles conservent globalement l’aspect qu’elles avaient dans le tissu d’origine ; on distingue :

  • Cellules fibroblastiques (= fibroblastes): en général d'origine embryonnaire. Ce sont des cellules fusiformes qui, comme leur nom l’indique, forment des fibres.


Cellules MRC5 de poumons d’embryons humains : type fibroblastique

  • Cellules épithéliales de diverses origines: reins, poumons, placenta, cornée... Ce sont des cellules qui, juxtaposées, forment un tapis ressemblant à une mosaïque (contour polygonal).

 


Cellules MDCK de rein de chien (Epagneul) : type épithélial

Arrivées à confluence, les cellules cessent de se multiplier par inhibition de contact.
Cette culture, dite primaire, peut elle aussi être dissociée par la trypsine et donner naissance à de nouvelles cultures, dites secondaires, qui peuvent à leur tour être entretenues par repiquage.
Le nombre de repiquages est limité :

  • 2 ou 3 pour les cellules épithéliales
  • Une cinquantaine pour les fibroblastes embryonnaires.

Chaque lignée est caractérisée par ses exigences culturales et donc son taux de croissance dans un milieu donné : le taux de croissance est le nombre de cultures de même surface que l'on peut obtenir à partir d'un flacon.
Ex: taux de croissance = 1/5 : un flacon peut être repiqué dans 5 flacons identiques après trypsinisation et reprise de toutes les cellules dans du milieu neuf.

 

      • Lignées hétéroploïdes (nombre variable de chromosomes) : lignées continues

Elles proviennent:

  • Soit de souches cellulaires ayant subi une transformation spontanée leur permettant de se multiplier indéfiniment. Elles perdent leur caractère diploïde et ont un potentiel tumoral.
  • Soit de souches cellulaires ayant été transformées par traitement chimique, irradiation ou traitement viral
  • Soit de cellules cancéreuses d'origine humaine (cancer du col utérin : lignée HeLa; cancer du larynx : lignée Hep 2...).

Comme les cellules diploïdes, elles peuvent être de type fibroblaste ou épithélial.

Le nombre de repiquages est illimité. Mais elles doivent être congelées à un nombre de repiquages donné car des propriétés nouvelles peuvent apparaître à l’occasion des repiquages répétés.
Document 2 : Lignées cellulaires utilisées au CHU de Reims et leurs applications.

    • Conservation des cellules

La conservation est possible par congélation en vapeurs d'azote à – 196°C.
Cette technique nécessite l'utilisation d'un cryoprotecteur qui empêche la formation de cristaux de glace pendant le refroidissement, cristaux pouvant être à l’origine de déchirements de la membrane cellulaire: glycérol, diméthyl sulfoxyde (DMSO), méthanol...
La congélation doit se faire par paliers successifs: on utilise pour cela des congélateurs programmables.
La décongélation doit être brutale en réchauffant les tubes ou ampoules dans un bain-marie à 37°C, de façon à respecter la viabilité des cellules.
Lecryoprotecteur est ensuite éliminé par lavages dans du milieu neuf puis les cellulessont mises en culture. On récupère ainsi environ 95% des cellules initialement congelées.

Document 3: Cryoconservation au CHU de Reims.

    • Milieux de culture

Ce sont des milieux synthétiques, liquides,  à base de:

  • Sels minéraux: ils maintiennent l'isotonicité du milieu
  • Glucose: source de carbone et d'énergie
  • Acides aminés essentiels et non essentiels : source d'azote et facteur de croissance.
  • Vitamines : facteur de croissance
  • Bicarbonate de sodium: tampon
  • Rouge de phénol : indicateur de pH révélant la culture de champignons ou bactéries
  • Sérum de veau foetal (SVF): apporte facteurs de croissance, fibrinolectine qui permet l'ancrage des cellules au flacon, des éléments tampon.

On y ajoute:

  • L-glutamine
  • Des antibiotiques (pénicilline G et streptomycine : évitent la contamination bactérienne
  • Un antifongique (fungizone ou amphotéricine B) : évite la contamination fongique.


Milieu de culture
présenté en grande boîte
et petite boîte

Remarque: l'obtention du sérum de veau fœtal (SVF) n'est pas aisée: il faut pouvoir prélever stérilement desfœtus donc, dans un premier temps, abattre des vaches gravides On imagine assez facilement le coût du SVF… (de l'ordre de 1000 euros le litre).

  • Les différentes étapes du diagnostic par culture virale : voir AT
      • Ensemencement d'une lignée cellulaire avec le prélèvement pathologique
      • Examen direct tous les deux ou trois jours: recherche d'un effet cytopathogène (ECP) au microscope optique inversé.
      • Si ECP : coloration des cellules, prélevées et étalées sur lame, à la recherche d'inclusions virales et d'altérations cytoplasmiques ou nucléaires, au microscope optique.
      • Immunomarquage spécifique du virus sur lame, avec lecture au microscope optique ou à fluorescence.
    • Principaux modèles d'effets cytopathogènes
      • Définition de l'effet cytopathogène (ECP): ensemble des modifications morphologiques de cellules infectées par un virus, visibles au microscope inversé.

      L'effet cytopathogène d’un virus n'est pas constant et peut dépendre du  type de cellules utilisées, des conditions de culture et parfois du nombre de virus inoculés. Le délai d’apparition peut varier de deux jours à six semaines. L’ECP est évocateur d’un virus ou seulement d’une famille de virus.

      • Les principaux modèles sont les suivants :

Voir AT virologie

 

    • Techniques de cultures rapides 

Des techniques de culture rapide ont été développées pour certains virus (Cytomegalovirus, Herpes Simplex virus, virus de la varicelle et du zona…). Elles reposent sur la centrifugation de l’inoculum et la détection, avant que n’apparaisse l’ECP, d’antigènes viraux précoces, voire très précoces, à l’aide d’anticorps monoclonaux spécifiques par un test d’immunofluorescence ou immuno-enzymatique. De plus, ces techniques peuvent comporter un aspect semi-quantitatif si l’on dénombre les cellules marquées par rapport à la taille de l’inoculum.

  • Intérêts et limites

En pratique, même si cette technique est encore aujourd'hui utilisée, trois obstacles limitent considérablement son utilisation:

      • Le délai de réponse peut être long : l'observation de l'effet cytopathogène du Cytomegalovirus peut demander 3 à 6 semaines….
      • Le laboratoire doit disposer de nombreuses lignées cellulaires dont l'entretien représente une lourde charge.
      • Le prélèvement doit contenir des virus infectieux, ce qui nécessite un transport "exemplaire".

2.3. Détection du génome viral   VOIR COURS DE BIOLOGIE MOLECULAIRE

  • Hybridation moléculaire
    • Principe général

L'hybridation moléculaire permet, grâce à des sondes spécifiques, de rechercher un génome viral dans des cellules infectées.

1°) Formation d’un hybride
acide nucléique viral du prélèvement (ADN ou ARN)/sonde spécifique du génome viral recherché
, sur divers supports : membrane, microplaque, tube …

2°)  Détection immuno-enzymatique de l’hybride moléculaire :
par anticorps anti-acide nucléique double brin, ou marquage froid de la sonde …
puis détection colorimétrique, fluorescente ou chimioluminescente …

    • Variantes de l’hybridation moléculaire 
      • Hybridation en milieu liquide et hybridation in situ (HIS)

Hybridation en milieu liquide

Hybridation in situ (HIS)

Directement sur une aliquote du milieu d’extraction des acides nucléiques, en tubes ou microplaque

Directement sur la coupe histologique

Applications : virus des hépatites B et C, Cytomegalovirus, Papillomavirus

Applications : Papillomavirus sur tissu génital, virus de l’hépatite B et Cytomegalovirus (CMV) dans le tissu hépatique, CMV dans les biopsies digestives

      • Hybridation directe et hybridation avec amplification

En règle générale, l’hybridation directe telle que présentée ci-dessus, manque de sensibilité. Il est par conséquent souvent nécessaire de lui adjoindre une étape d’amplification :

        • Soit en accroissant l’intensité du signal de détection. Ex : technique de "l’ADN branch

L’acide nucléique viral (prélèvement) est
-adsorbé sur un support grâce à des sondes de capture, puis
-détecté grâce à des sondes ramifiées sur lesquelles s’hybrident des sondes de révélation.

Des molécules luminescentes sont présentes sur les sondes de révélation; le signal luminescent est proportionnel au nombre de molécules d'acide nucléique viral adsorbées.
L'utilisation simultanée de nombreuses sondes ramifiées, complémentaires de différentes régions du génome viral cible, permet la détection de virus génétiquement très variables (HIV, HVC).

Applications : recherche et quantification des virus des hépatites B et C, du virus du SIDA.

        • Soit en multipliant au départ la séquence cible : amplification génique (PCR : Polymerase Chain Reaction)

          1. Principe de la PCR

On utilise un artifice technique qui consiste à multiplier exponentiellement, grâce à une ADN polymérase, les séquences nucléotidiques recherchées, au sein du prélèvement (succession de cycles identiques).

      2. Applications courantes pour le diagnostic des infections à virus des hépatites B et C, Cytomegalovirus, virus de la grippe (méthode utilisée au cours de la pandémie de 2009 due au virus de la grippe H1N1), virus de la varicelle et du zona, virus neurotropes, Parvovirus B19…

  • Séquençage nucléotidique 

La méthode de Sanger est utilisée pour le séquençage de routine. C'est une PCR, au cours de laquelle on ajoute des didésoxynucléotides (ddATP, ddCTP, ddGTP, ddTTP) marqués par un fluorochrome, au mélange réactionnel habituel. La polymérase synthétise l'ADN en utilisant, au hasard, soit les désoxynucléotides, soit les didésoxynucléotides. Chaque fois qu'un didésoxynucléotide est incorporé dans la chaîne d'ADN, l'élongation de la chaîne s'arrête, car ces molécules ne permettent pas la liaison phospho-diester suivante. La réaction de séquence aboutit donc à la fabrication de fragments d'ADN de toutes les tailles possibles. Les séquenceurs "automatiques" permettent la détection automatique du fluorochrome sur ces fragments d’ADN, par électrophorèse. Le couplage à un analyseur informatique permet la comparaison des séquences obtenues avec des séquences connues.

  • Indications des méthodes de diagnostic moléculaire 
      • Techniques qualitatives : montrer la présence d’un virus, en particulier lorsqu’il n’est pas cultivable (HVC), ou que le liquide biologique se prête mal à la culture (LCR).
      • Techniques quantitatives : suivi des patients sous traitement anti-viral (HIV, HVC, CMV, HVB).
      • Séquençage : détection de mutations nucléotidiques
          - associées à la résistance aux anti-viraux (HIV, HVB)
          - caractéristiques des génotypes des virus (HVC, HVB).

Intérêts :
- Sensibilité remarquable
- Automatisation possible.
Limites :
- Risques de contamination pour les techniques de PCR.
- Absence de preuve du caractère infectieux du virus détecté.
- Caractérisation phénotypique de la souche impossible.
- Coût encore relativement élevé.

3.  METHODES DE DIAGNOSTIC INDIRECT : SERODIAGNOSTIC

3.1. Principe et intérêt
Le sérodiagnostic d'une infection virale consiste à mettre en évidence des anticorps anti-viraux ou une augmentation significative du taux de ces anticorps.
Il n'a d'intérêt que dans deux circonstances:

  • Recherche d'une immunité antivirale
  • Diagnostic des infections à virus non ou difficilement cultivables, et qui ne peuvent bénéficier des méthodes de diagnostic rapide: rubéole, hépatites A, B, C, SIDA, MNI.

3.2. Techniques

  • Immunoenzymatiques (ELISA)

Ce sont les plus utilisées.

    • Principe

 

  • Adsorption de l’antigène viral

 

  • Adsorption du sérum

 

  • Addition d’un anticorps anti-globuline humaine conjugué à une enzyme.

 

  • Lavage puis addition du substrat de l’enzyme

 

  • L’intensité de la coloration est proportionnelle à la quantité d’anticorps présents dans le sérum testé.
    • Avantages 

-Méthode rapide

-Très sensible et spécifique

-Méthode qui permet de discerner la classe des anticorps, en particulier les IgM

-Méthode automatisable.

 

    • Limites

- Sensibilité moindre chez certains patients : nourrissons et personnes immunodéprimées.
- Interprétation délicate parfois (pour tous les Herpesviridae, les IgM peuvent être présentes ou non lors des réactivations).

    • Applications : sérodiagnostic du SIDA, de l’hépatite C, de l’herpès…
  • Inhibition d'hémagglutination (IHA)
    • Principe

HEMAGGLUTINATION
VIRALE (HA)

INHIBITION DE L’HEMAGGLUTINATION
VIRALE (IHA)

    • Application : détection des anticorps rubéoleux.
  • Immunofluorescence indirecte (IFI)
    • Principe

On recherche des anticorps anti-viraux dans le sérum d’un patient grâce à :

      • des cellules infectées fixées sur une lame porte-objet
      • un immun-sérum anti-globulines humaines qui reconnaîtra les anticorps du patient fixés sur l’antigène et qui est conjugué à un fluorochrome.
    • Spécificité imparfaite et absence d’automatisation restreignent l’utilisation de l’IFI et la réservent à de petites séries.
    • Application: détection des anticorps anti-virus d'Epstein-Barr (sérodiagnostic de la mononucléose infectieuse).
  • Western-blot
    • Principe

Le western-blot consiste à rechercher, dans le sérum, des anticorps dirigés contre les différentes protéines du virus, après les avoir séparées sur gel de polyacrylamide.

    • Intérêt et application : haute spécificité : confirmation du diagnostic du SIDA.

 

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Par Brigitte VERON - Collectif Photo-Reims